Introducción
Salmonella enterica es una especie bacteriana gramnegativa, facultativa intracelular, zoonótica, que constituye un problema mundial en salud pública1. La infección por Salmonella spp es una de las causas más frecuentes de las enfermedades transmitidas por alimentos (ETA) constituyendo una de las zoonosis de mayor prevalencia y uno de los principales problemas de salud pública por el incremento de su incidencia, así como la aparición de clones con fenotipos de multi-resistencia productoras de β-lactamasas de espectro extendido2,3.
Se estima que el reporte de infecciones humanas por Salmonella no tífica está por encima de 93,8 millones de casos por año, con 155.000 muertes al año a nivel mundial4. En Latinoamérica, Asia y África, la incidencia registrada de salmonelosis por año es aproximadamente de 200 a 500 casos por cada 100.000 habitantes5. La Autoridad Europea de Seguridad Alimentaria (EFSA) y el Centro Europeo de Prevención y Control de Enfermedades (ECDC) informan que Salmonella spp es la causa principal de ETA en Europa6. En los Estados Unidos de América (E.U.A.), Salmonella no tífica fue el segundo agente patógeno más frecuente aislado de un total de 9,4 millones de episodios de ETA y hospitalizaciones durante el período 2000-20087. En Perú, entre los años 2010 y 2012, a través de vigilancia epidemiológica, se han registrado aproximadamente 35 brotes de ETA anuales, 47% de ellos asociados a casos agudos de salmonelosis, con un total de 2.800 personas afectadas y en 51% de brotes registrados hubo entre 10 y 50 afectados8.
Diversos estudios han asociado el uso de antimicrobianos como promotores de crecimiento en la industria animal con el desarrollo de resistencia a antimicrobianos en bacterias patógenas responsables de causar infecciones en humanos. El uso de antimicrobianos en medicina veterinaria e industrial muestra el mismo panorama que en la práctica de la medicina humana; es decir, ejerce una presión evolutiva sobre la densidad bacteriana, además de ser factores que contribuyen a la emergencia de bacterias mejor adaptadas, y Salmonella spp no es la excepción.
La asociación entre los patógenos responsables de causar ETA en humanos y la resistencia antimicrobiana ha sido motivo de muchos estudios, principalmente en Salmonella spp., patógeno que rara vez se transfiere directamente entre personas; los alimentos serían la principal vía de contaminación en humanos9.
La salmonelosis es una de las ETA más importantes en la medicina humana y veterinaria. En muchos casos, la sintomatología es leve, y los pacientes se recuperan sin tratamiento. Sin embargo, en algunos casos, en especial niños pequeños y adultos mayores, la enfermedad puede ser grave y poner en peligro la vida, prescribiéndose algunas veces cloranfenicol, ampicilina o cotrimoxazol como alternativas terapéuticas para enfermedades diarreicas agudas de mala evolución10.
En 2010, a través de la vigilancia de laboratorio por el Instituto Nacional de Salud del Perú (INS), se detectó un incremento inusual de casos de Salmonella spp en aislados de origen humano, en su mayoría de pacientes pediátricos de diferentes hospitales de Lima, así como de alimentos. Se identificaron 33 aislados como Salmonella Infantis, 24 de origen clínico y nueve de alimentos, bacteria que estuvo asociada con el consumo de alimentos contaminados11.
La vigilancia de la salmonelosis en aislados humanos y no humanos es importante para el conocimiento de los serovares prevalentes o incidentes, para que las instituciones responsables de la salud intervengan con medidas efectivas de prevención y control de la enfermedad. Al mismo tiempo, esta vigilancia pone en evidencia el comportamiento de los serovares y la introducción de nuevos serovares en el país12.
Debido a esta realidad, el presente trabajo tuvo como objetivo determinar los serovares y los patrones de resistencia antimicrobiana en aislados de S. enterica remitidos al INS, Lima, Perú, durante los años 2012 a 2015.
Materiales y Métodos
Estudio descriptivo y transversal. Se incluyeron todas las cepas de S. enterica, aisladas por los laboratorios regionales, hospitales e instituciones privadas durante enero de 2012 a diciembre de 2015. Las cepas se recibieron en el Laboratorio de Referencia Nacional de Enteropatógenos (LRNE) del INS para la confirmación del aislado, determinación de la serovariedad y susceptibilidad antimicrobiana.
Tipificación bacteriana
Para la confirmación de los aislados de Salmonella spp., las cepas fueron pre-cultivadas en caldo tripticasa de soya (Oxoid, Inglaterra) durante 6 a 8 horas; posteriormente, cada cepa fue sembrada por dispersión y agotamiento en agar Salmonella-Shigella (Oxoid, Inglaterra) e incubada a 37 °C por 18 a 24 h. Luego, se procedió a la identificación mediante las pruebas bioquímicas convencionales con agar tres azucares hierro, agar lisina hierro, agar sulfuro indol movilidad y agar citrato de Simmons (Oxoid, Inglaterra). La serovariedad se desarrolló de acuerdo con el esquema de Kauffmann-White, utilizando sueros somáticos y flagelares según las indicaciones del fabricante (Denka Seiken Co., Ltd, Japón).
Susceptibilidad antimicrobiana
La susceptibilidad a los antimicrobianos se realizó a través del método de difusión por discos de Kirby-Bauer13, Los patrones de resistencia antimicrobiana se definieron de acuerdo a los criterios de interpretación propuestos por el Clinical & Laboratory Standards Institute (CLSI-2015). Se probaron 13 antimicrobianos: ampicilina (10 μg), amoxicilina/clavulánico (20/10 μg), cefotaxima (30 μg), ceftazidima (30 μg), cloranfenicol (30 μg), ciprofloxacina (5 μg), tetraciclina (30 μg), cotrimoxazol (1,25/23,75 μg), meropenem (10 μg), imipenem (10 μg), cefoxitina (30 μg), ácido nalidíxico (30 μg) y nitrofurantoína (300 μg) (Oxoid, Inglaterra). (Estos dos últimos empleados como marcadores de resistencia, aunque sin trascendencia para estas patologías en medicina humana).
Para el control de calidad se emplearon las cepas de referencia Escherichia coli ATCC 25922, Klebsiella pneumoniae ATCC 700603 y Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853. Las cepas fueron consideradas multi-resistentes cuando presentaron resistencia a más de dos antimicrobianos (13). Adicionalmente, la determinación de la producción de β-lactamasas de espectro extendido (BLEE), se realizó mediante el método de Jarlier (14). La presencia de BLEE se manifestó por el efecto sinérgico entre el inhibidor y los discos de antimicrobianos.
Resultados
Se analizaron 540 aislados de Salmonella enterica, 520 (96%) de origen humano y 20 (4%) de origen no humano. Del grupo humano, 80% correspondía a coprocultivo y 17% fue de origen extra-intestinal. Del grupo no humano, 75% se aisló a partir de aves de corral, 20% de alimentos y 5% de muestras ambientales (Tabla 1).
Serotipo | Humano (H) |
No humano (Nh) | Total (H+Nh) |
|||
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Aves | Alimento | Ambiental | Subtotal Nh | |||
Salmonella Infantis | 296 | 7 | 1 | 1 | 9 | 305 |
Salmonella Enteritidis | 140 | 1 | 1 | 0 | 2 | 142 |
Salmonella Typhimurium | 29 | 6 | 2 | 0 | 8 | 37 |
Salmonella Choleraesuis | 3 | 0 | 0 | 0 | 0 | 3 |
Salmonella Blegdan | 8 | 0 | 0 | 0 | 0 | 8 |
Salmonella Paratyphi B | 5 | 0 | 0 | 0 | 0 | 5 |
Salmonella Gallinarum | 0 | 1 | 0 | 0 | 1 | 1 |
Salmonella Agona | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella Anatum | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella Corvallis | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella Derby | 3 | 0 | 0 | 0 | 0 | 3 |
Salmonella Dublin | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella Moscow | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella Reinickendorf | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella Rostock | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 |
Salmonella spp. | 27 | 0 | 0 | 0 | 0 | 27 |
Salmonella Typhi | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 2 |
Total | 520 | 15 | 4 | 1 | 20 | 540 |
Se identificaron 16 serovares diferentes de S. enterica. De las muestras humanas, el serovar más frecuentemente aislado fue Salmonella Infantis (57%), seguido de Salmonella Enteritidis (27%) y Salmonella Typhimurium (6%). De las muestras no humanas, el serovar más frecuente fue S. Infantis (45%), seguido de S. Typhimurium (40%) y S. Enteritidis (10%) (Tabla 2).
Serotipo | 2012 | 2013 | 2014 | 2015 | Total H | Total Nh | ||||||
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H | Nh | H | Nh | H | Nh | H | Nh | n | % | n | % | |
Salmonella Infantis | 43 | 7 | 109 | 2 | 86 | 0 | 58 | 0 | 296 | 57 | 9 | 45 |
Salmonella Enteritidis | 66 | 1 | 36 | 0 | 15 | 0 | 23 | 1 | 140 | 27 | 2 | 10 |
Salmonella Typhimurium | 11 | 4 | 3 | 4 | 3 | 0 | 12 | 0 | 29 | 6 | 8 | 40 |
Salmonella Choleraesuis | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 3 | 1 | 0 | 0 |
Salmonella Blegdan | 8 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 8 | 2 | 0 | 0 |
Salmonella Paratyphi B | 0 | 0 | 1 | 0 | 1 | 0 | 3 | 0 | 5 | 1 | 0 | 0 |
Salmonella Gallinarum | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 5 |
Salmonella Agona | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella Anatum | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella Corvallis | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella Derby | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 2 | 0 | 3 | 1 | 0 | 0 |
Salmonella Dublin | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella Moscow | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella Reinickendorf | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella Rostock | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 |
Salmonella spp. | 0 | 0 | 26 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 27 | 5 | 0 | 0 |
Salmonella Typhi | 1 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 2 | 0 | 0 | 0 |
Total | 132 | 13 | 178 | 6 | 108 | 0 | 102 | 1 | 520 | 100 | 20 | 100 |
La resistencia de los aislados de Salmonella spp., según el orden de su frecuencia en muestras humanas fue: nitrofurantoína (74%), ácido nalidíxico (64%), ciprofloxacina (63%), tetraciclina (63%), ampicilina (56%), cotrimoxazol (56%), cefotaxima (53%) y cloranfenicol (50%) (Tabla 3). En muestras no humanas, el orden de frecuencia fue: ácido nalidíxico (55%), ciprofloxacina (45%), cotrimoxazol, nitrofurantoína y tetraciclina (40%), (Tabla 4). La mayor cantidad de perfiles distintos se encontraron dentro de S. Infantis, S. Enteritidis y S. Typhimurium (datos no mostrados).
Antimicrobianos | S. Infantis (n = 296) | S. Enteritidis (n = 140) | S. Typhimurium (n = 29) | S. Choleraesuis (n = 3) | S. Blegdam (n = 8) | S. Paratyphi B (n = 5) | S. Anatum (n = 1) | S. Dublin (n = 1) | S. Moscow (n = 1) | S. Reinickendorf (n = 1) | S. Rostock (n = 1) | Salmonella spp. (n = 27) | S. Typhi (n = 2) | Total de cepas resistentes (R) | Porcentaje de cepas resistentes (R/H) |
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Ampicilina | 270 | 8 | 3 | 2 | 2 | 0 | 1 | 0 | 0 | 1 | 0 | 4 | 1 | 292 | 56% |
Cloranfenicol | 247 | 3 | 2 | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 4 | 1 | 259 | 50% |
Cotrimoxazol | 274 | 5 | 2 | 3 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 4 | 1 | 290 | 56% |
Ciprofloxacina | 287 | 16 | 8 | 3 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 1 | 1 | 8 | 1 | 326 | 63% |
Ácido nalidíxico | 293 | 16 | 9 | 3 | 0 | 1 | 0 | 1 | 0 | 1 | 1 | 8 | 1 | 334 | 64% |
Nitrofurantoína | 291 | 74 | 2 | 3 | 4 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 9 | 1 | 384 | 74% |
Tetraciclina | 291 | 7 | 7 | 3 | 1 | 1 | 0 | 1 | 1 | 1 | 1 | 10 | 1 | 325 | 63% |
Ceftazidima | 32 | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 34 | 7% |
Cefotaxima | 267 | 4 | 0 | 2 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 3 | 1 | 278 | 53% |
Amoxicilina/clavulanato | 4 | 1 | 0 | 0 | 2 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 7 | 1% |
Meropenem | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0% |
Imipenem | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0% |
Cefoxitina | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0% |
Fenotipo BLEE | 227 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 229 | 44% |
Antimicrobianos | Aves de corral (n = 15) | Alimento (n = 4) | Ambiental (n = 1) | Total de cepas resistentes (R) | Porcentaje de cepas resistentes (R/Nh) | |||||
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S. Infantis (n = 7) | S. Enteritidis (n = 1) | S. Typhimurium (n = 6) | S. Gallinarum (n = 1) | S. Infantis (n = 1) | S. Enteritidis (n = 1) | S. Typhimurium (n = 2) | S. Infantis (n = 1) | |||
Ampicilina | 3 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 4 | 20% |
Cloranfenicol | 3 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 4 | 20% |
Cotrimoxazol | 7 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 8 | 40% |
Ciprofloxacina | 7 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 1 | 9 | 45% |
Ácido nalidíxico | 7 | 0 | 0 | 1 | 1 | 1 | 0 | 1 | 11 | 55% |
Nitrofurantoína | 7 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 8 | 40% |
Tetraciclina | 7 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 8 | 40% |
Ceftazidima | 1 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 5% |
Cefotaxima | 3 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 1 | 5 | 25% |
Amoxicilina/clavulanato | 0 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 0 | 1 | 5% |
Imipenem | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0% |
Meropenem | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0% |
Cefoxitina | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0 | 0% |
Fenotipo BLEE | 3 | 0 | 0 | 0 | 1 | 0 | 0 | 1 | 5 | 25% |
El 65% (352) de los aislados de Salmonella spp. (S. Infantis 301, S. Enteritidis 23, S. Typhimurium 9 y otros 19) presentaron resistencia a más de dos antimicrobianos. Asimismo, 43,3% (n: 234) del total de cepas (S. Infantis 99%, S. Choleraesuis 0,43%, y Salmonella spp. 0,43%) fueron productoras de BLEE y 99% de ellas fueron resistentes a entre seis y ocho antimicrobianos (Figura 1).
La distribución de las cepas de Salmonella Infantis productoras de β-lactamasa, de acuerdo al sexo y grupo etario de los pacientes fue: 85% (153/180) niños; 2,2% (4/180) adolescentes, 3,3% (6/180) jóvenes, 6,1% (11/180) adultos y 3% (6/180) adultos mayores. La frecuencia de Salmonella spp. productoras de β-lactamasas en el sexo femenino fue ligeramente superior al sexo masculino (Figura 2).
Discusión
El presente estudio encontró que la frecuencia de serovares de Salmonella spp. entre el 2012 y 2015, a partir de muestras humanas, fue S. Infantis (57%), seguido de S. Enteritidis (27%) y S. Typhimurium (6%). En muestras no humanas, a partir de aves, fue S. Infantis (54%), seguido de S. Typhimurium (31%), S. Enteritidis y S. Gallinarum (8%). En los hallazgos del 2012, los serovares con mayor frecuencia de Salmonella spp. fueron S. Enteritidis (50%), seguida de S. Infantis (33%) y S. Typhimurium (8%). Sin embargo, nuestros resultados muestran que S. Infantis, ha ido desplazando en el tiempo a otras serovares, puesto que en el año 2010 fue el tercero serovar más frecuente (datos no mostrados), en el 2012 fue el segundo, y a partir del 2013 fue el serovar más frecuentemente aislado en muestras humanas, seguido de S. Enteritidis y S. Typhimurium; distribución que también fue observada en los años 2014 y 2015 (Tabla 2).
Los resultados encontrados en este estudio son similares a los informados en otros países, indicando cambios en la frecuencia de serovares. Muchos países coinciden en reportar que aproximadamente 50% de los casos de enfermedad humana causados por Salmonella spp. mundialmente, son producidos por S. Enteritidis y S. Typhimurium, considerando a Salmonella Enteritidis como un problema de salud pública en todo el mundo15–17. Estos serovares han sido considerados causa importante de ETA en seres humanos18. Salmonella Enteritidis es actualmente el serovar más frecuente en África, Asia y Europa, y el segundo más frecuente en América del Norte y Oceanía. Globalmente, S. Enteritidis representa 43,5% del total de aislados de Salmonella spp. en América Latina, mientras que los aislados más frecuentes a partir de alimentos son S. Typhimurium y S. Enteritidis19.
Salmonella enterica serovar Infantis ha ido emergiendo en los últimos años en todo el mundo. En E.U.A., S. Infantis ocupó el sexto lugar en el orden de prevalencia de los serovares de Salmonella20, mientras que, en la Unión Europea, fue el tercer serovar más frecuente, después de S. Enteritidis y Typhimurium21. En Israel, durante 2008 a 2015, S. Infantis fue el serovar predominante, responsable de 30% de todos los casos de salmonelosis en humanos22,23.
En cuanto a la susceptibilidad antimicrobiana, tanto en aislados de muestras humanas como de muestras no humanas, se ha observado una tasa elevada de resistencia a nitrofurantoína, ácido nalidíxico, ciprofloxacina, tetraciclina, ampicilina, cotrimoxazol, cefotaxima y cloranfenicol.
En nuestro estudio, podemos considerar que la resistencia encontrada fue alta, tal como se muestra en el informe global sobre la vigilancia de la resistencia a antimicrobianos de 201424. En muestras humanas, se observa una elevada tasa de resistencia a nitrofurantoína, tal como lo reporta la Organización Mundial de la Salud en su Informe Anual de la Red de Monitoreo/Vigilancia de la Resistencia a los Antibióticos de 200525, lo que demuestra que el comportamiento de la resistencia bacteriana en el Perú es similar al presentado a nivel mundial, hecho preocupante ya que es un antimicrobiano ampliamente utilizado para el tratamiento y profilaxis de infecciones en diversas especies animales destinadas al consumo humano (aves, porcinos, peces)26. Esa práctica contribuye a la selección de cepas resistentes de Salmonella spp. presentes en los animales que, posteriormente, serían transmitidas al hombre.
En este estudio se evidencia que 44% de las cepas de Salmonella spp. aisladas de muestras humanas y 25% en muestras de origen no humana presentan fenotipo BLEE. En ambos casos, el serovar más frecuente con fenotipo BLEE fue S. Infantis, observado en 99 y 60% de los casos, respectivamente. Un estudio similar realizado en El Cairo en el año 2011, reporta una frecuencia de 63,3% de bacterias productoras de BLEE27, mientras que otro estudio en Perú, por Colquechagua y cols., reporta una frecuencia de 64,2% de enterobacterias productoras de BLEE a partir de muestras de heces28, lo que confirma nuestros hallazgos.
La resistencia a múltiples antimicrobianos (en inglés multidrug resistance-MDR) es muy común en las bacterias productoras de β-lactamasas de espectro extendido. En este estudio se evidenció que 65% del total de cepas fueron MDR, de acuerdo a definición de MDR propuesta por Magiorakos y cols.29. En las cepas de Salmonella productoras de β-lactamasas se observa una elevada resistencia a ácido nalidíxico, nitrofurantoina, ampicilina, tetraciclina, ciprofloxacina, cotrimoxazol y cloranfenicol, siendo sensibles a meropenem, imipenem y cefoxitina. Esto es un problema grave, porque se disminuye las alternativas terapéuticas en caso de infección por estos microrganismos.
En nuestro estudio, la frecuencia de S. Infantis productoras de BLEE fue alta en niños bajo 11 años de edad; esto indicaría que la colonización con bacterias productoras de β-lactamasas puede ocurrir en pacientes pediátricos, lo cual puede relacionarse con el uso frecuente de antimicrobianos en la comunidad o durante las hospitalizaciones.
Entre las limitaciones de este estudio encontramos que las muestras analizadas no son necesariamente representativas de la situación nacional; sin embargo, las cepas que fueron remitidas y estudiadas en el INS constituyen una buena aproximación a lo que puede estar ocurriendo en el país. Además, ello sugiere una vigilancia epidemiológica activa tal como la que se aplica en países desarrollados. Esto implica la tipificación inmediata y sistemática de los patógenos responsables de brotes y casos, así como la fuente de origen involucrado en los mismos.
En conclusión, aunque los hallazgos de este estudio no permiten asociar las cepas aisladas de muestras no humanas con las humanas, la alta proporción de aislados que fueron resistentes a más de dos antimicrobianos, sumado a las cepas productoras de β-lactamasas resistentes a entre seis y ocho antimicrobianos, indicaría que la exposición de nuestra población a cepas de Salmonella MDR constituye un riesgo latente.
La presencia de serotipos de S. Infantis MDR a partir de muestras humanas en Perú evidencia la necesidad de investigar la epidemiologia molecular y genética de la salmonelosis multi-resistente.
Estudios posteriores sobre la diversidad genética, mecanismos de patogenicidad, así como la secuenciación genómica completa de las cepas de S. Infantis circulantes, podrían brindar información de importancia en salud pública a fin de fortalecer las políticas vinculadas a controlar la resistencia a los antimicrobianos en nuestro país.