Agricultura Técnica (Chile) 66(1):21-30 (Enero-Marzo 2006)

INVESTIGACIÓN PRODUCCIÓN VEGETAL

Efectividad de Extractos Botánicos de Diez Plantas Sobre la Mortalidad y Repelencia de Larvas de Rhynchophorus palmarum L., Insecto Plaga del Pijuayo Bactris gasipaes Kunth en la Amazonía del Perú

Effectiveness of Botanical Extracts from Ten Plants on Mortality and Larval Repellency of Rhynchophorus palmarum L., an Insect Pest of the Peach Palm Bactris gasipaes Kunth in Amazonian Peru

Diana Perez D.¹ y José Iannacone O.²*

¹ Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana, Ucayali, Jr. Progreso 102, Pucallpa, Ucayali, Perú. E-mail: dperez@iiap.org.pe
² Universidad Nacional Federico Villarreal, Facultad de Ciencias Naturales y Matemática, Calle San Marcos 383, Pueblo Libre, Lima, Perú. E-mail: joseiannacone@yahoo.es * Autor para correspondencia

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ABSTRACT

Pest resistance to chemical insecticides has grown in recent years, which is the motive for the search for alternative methods, such as plants with larvicidal activity. The objective of this research was to evaluate mortality and larval repellency of Rhynchophorus palmarum L. (Curculionidae), a pest of the Peach palm Bactris gasipaes Kunth to ten plants with biocide potential: india heliotrope (Heliotropium indicum L., Boraginaceae), angels’ trumpets (Brugmansia sp., Solanaceae), wandering jew (Tradescantia zebrina Hort. ex Bosse, Commelinaceae), nettles-purge (Jathropa curcas L., Euphorbiaceae), soapberry (Paullinia clavigera Schltdl., Sapindaceae), red spurge (Euphorbia cotinifolia L., Euphorbiaceae), annato (Bixa orellana, Bixaceae), golden shower (Cassia fistula L., Fabaceae), birthwort fruit (Aristolochia pilosa Kunth, Aristolochiaceae) and pareira (Chondrodendron tomentosum Ruiz & Pavon, Menispermaceae). Bioassays with R. palmarum were performed at 1, 4, 8, 12 and 24 h exposure, employing 660 larvae under laboratory conditions and aqueous botanical extracts of the plants at a 1:3 (w/v) ratio. At 24 h exposure, the highest mortality percentage of R. palmarum was observed with birthwort fruit (73.30%: liquefied leaves and stems), wandering jew (70%: liquefied leaves and stems) and pareira (60%: wood and bark in decoction). In the case of repellency, the highest effects were found in birthwort fruit (80%), pareira (73.30%) and wandering jew (71.70%). In addition, nettles-purge (liquefied seeds) produced only 3.3% mortality but significantly 55% repellency. The possibility of employing these botanical extracts in integrated management of R. palmarum is analyzed.

Key words: Aristolochia pilosa, Bactris gasipaes, Bixa orellana, botanical insecticides, Brugmansia, Cassia fistula, Chondrodendron tomentosum, Euphorbia cotinifolia, Heliotropium indicum, Jathropa curcas, mortality, Paullinia clavigera, Peru, repellency, Rhynchoporus palmarum, Tradescantia zebrina, ethnobotanical.

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RESUMEN

La resistencia de las plagas a los insecticidas químicos se ha incrementado en los últimos años, motivo por el que se buscan métodos alternativos, como extractos de plantas con actividad larvicida. El objetivo del presente trabajo fue evaluar el efecto sobre la mortalidad y repelencia de larvas de Rhynchophorus palmarum  L. (Curculionidae), plaga del pijuayo Bactris gasipaes Kunth, de diez plantas con potencial biocida: ucullucuysacha (Heliotropium indicum L., Boraginaceae), floripondio (Brugmansia sp., Solanaceae), oreja de tigre (Tradescantia zebrina Hort. ex Bosse, Commelinaceae), piñon blanco (Jathropa curcas L., Euphorbiaceae), sacha yoco (Paullinia clavigera Schltdl., Sapindaceae), yuquilla (Euphorbia cotinifolia L., Euphorbiaceae), achiote (Bixa orellana L., Bixaceae), retama común (Cassia fistula L., Fabaceae), huancahuisacha (Aristolochia pilosa Kunth, Aristolochiaceae) y curare (Chondrodendron tomentosum Ruiz & Pavon, Menispermaceae). Los bioensayos con R. palmarum se realizaron  a 1, 4, 8, 12 y 24 h, usando 660 larvas bajo condiciones de laboratorio, empleando extractos botánicos acuosos mayormente a la proporción 1:3 (p/v). A 24 h de exposición, los mayores porcentajes de mortalidad de R. palmarum se presentaron con huancahuisacha (73,30%: hojas y tallo licuados), oreja de tigre (70%: hojas y tallo licuados) y curare (60%: madera y corteza en decocción). En el caso de la repelencia, los mayores efectos se encontraron para huancahuisacha (80%), curare (73,30%) y oreja de tigre (71,70%). En adición, piñon blanco (semillas licuadas) produjó sólo 3,3% de mortalidad y significativamente un 55% de repelencia. Se analizan las posibilidades de empleo de estos extractos botánicos en el manejo integrado de R. palmarum.

Palabras clave: Aristolochia pilosa, Bactris gasipaes, Bixa orellana, Brugmansia, Cassia fistula, Chondrodendron tomentosum, Euphorbia cotinifolia, Heliotropium indicum, insecticidas botánicos, Jathropa curcas, mortalidad, Paullinia clavigera, Perú, repelencia, Rhynchoporus palmarum, Tradescantia zebrina, etnobotánica.

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INTRODUCCIÓN

El pijuayo Bactris gasipaes Kunth (Arecaceae) para palmito es considerado un cultivo  agroindustrial que forma parte de la economía de ciertos sectores de la región Ucayali, Perú, cuya producción se comercializa directamente en fábricas locales que procesan la materia prima para su expedición a los mercados competitivos en el ámbito nacional como un producto final o semi procesado (Villachica, 1996; Schroth et al., 2000; Adin et al., 2004).

Rhynchophorus palmarum L. (Col.: Curculionidae) conocido como “suri de palmeras”, “picudo” o “casanga”, es una de las principales plagas del pijuayo en la región Neotropical (Sánchez-Soto y Nakano, 2002; Guimarães et al., 2003; Parra et al., 2003). Los adultos se encuentran frecuentemente en el área de la corona, y las hembras hacen perforaciones en la zona más blanda de la región internodal, para alimentarse y depositar los huevos. Los adultos de este insecto están señalados como los principales vectores del nemátodo fitoparásito obligado Bursaphelenchus cocophilus (Cobb) organismo causal de la enfermedad “anillo rojo” (Parra et al., 2003). Las formas larvarias de R. palmarum tienen importancia etnozoológica al ser empleadas por los amerindios amazónicos como fuente proteica animal (Cerda et al., 2000; Paoletti et al., 2000).

La utilización masiva de insecticidas convencionales, y especialmente plaguicidas de amplio espectro, es costosa y trae consecuencias colaterales secundarias, como desarrollo de la resistencia de las plagas, contaminación ambiental, residuos tóxicos en el producto cosechado, aparición de nuevas plagas, eliminación de la entomofauna benéfica e intoxicación del operador (Briones, 1991; Hoss, 1999; Iannacone y Murrugarra, 2000; Iannacone y Reyes, 2001; Iannacone y Montoro, 2002; Simmonds et al., 2002). La utilización de extractos vegetales para el control de plagas tiene la ventaja de no provocar contaminación, debido a que estas sustancias son degradadas rápidamente en el medio (Benner, 1996; Iannacone y Lamas, 2002). De esta forma plantas con potencial biocida constituyen un componente importante de control, dentro del contexto de manejo integrado de plagas (Estrada y López, 1998; Iannacone y Montoro, 2002; Iannacone y Lamas, 2003).

Para la selección de las especies vegetales con potencial biocida se deben recopilar referencias bibliográficas de importancia local e internacional. Además es útil consultar literatura etnobotánica y de medicina popular (Cáceres et al., 2000; Hellpap, 2000; Khambay, 2000).

Iannacone (2003) ha señalado que para el desarrollo tecnológico de un plaguicida botánico se deben estandarizar sus métodos de extracción y la propagación de las plantas. La selección de la especie de planta es el primer paso; uno de los métodos claves en la investigación de nuevos plaguicidas botánicos son los bioensayos. Estos bioensayos se emplean para estudiar las propiedades biocidas de las diferentes partes de las plantas (raíces, corteza, hojas, frutos, flores, etc.), la eficacia de los diferentes extractos y formulaciones, y el modo de acción de los ingredientes activos. Los bioensayos deben ser altamente sensitivos a las sustancias bioactivas, fáciles de manipular, baratos, de amplio espectro, y dar rápidos resultados (Iannacone, 2000).

Con relación a huancahuisacha (Aristolochia pilosa Kunth, Aristolochiaceae), no hay literatura publicada sobre los componentes, y efectos insecticidas y repelentes. Referencias etnobotánicas en Pucallpa, de huancahuisacha, la señalan con propiedades vomitivas (Diana Pérez, observación de la autora).  Sólo se encuentra información sobre otras especies congenéricas a A. pilosa. Hu et al. (2004) mostraron ausencia de efectos toxicológicos y patológicos del género Aristolochia sobre la vejiga urinaria y el hígado de mamíferos. Sin embargo, numerosos estudios en mamíferos señalan efectos nefrotóxicos del ácido aristolóquico de Aristolochia spp. (Liu et al., 2003; Sato et al., 2004; Zhou et al., 2004).  El extracto crudo de Aristolochia bracteata Retz. es usado en medicina tradicional como estimulante gástrico, en el tratamiento del cáncer, para la inflamación pulmonar y en picaduras de serpientes. Además, al igual que Aristolochia trilobata L., esta especie presenta propiedades antibacterianas (Camporese et al., 2003; Negi et al., 2003). Wu et al. (2002) y Shi et al. (2004) registran alcaloides con actividad fisiológica del grupo de las bisbenzilisoquinolinas en las raíces y tallos de Aristolochia elegans Mast. Priestap et al. (2003) han registrado aceites esenciales de las hojas, tallos aéreos y órganos subterráneos de Aristolochia argentina Gris. Fordyce (2001) indica que los alcaloides tóxicos llamados ácidos aristolóquicos son secuestrados de la planta Aristolochia californica Torrey, por  las larvas de la mariposa Battus philenor L. (Lepidoptera: Papilionidae) con el fin de protegerse de sus depredadores. Nascimento et al. (2004) encontraron efectos insecticidas de los extractos acetónicos y etanólicos del tubérculo de Aristolochia pubescens (Willd.) sobre larvas de Anticarsia gemmatalis (Hubner) (Lepidoptera). La cubebina no mostró actividad sobre A. gemmatalis. El ácido aristolóquico y el ent-kaur-15-en-17-ol alargan el período larval. La eudesmina y el sesamin reducen la viabilidad de este período, produciendo malformaciones en los adultos.

Con relación a curare (Chondrodendron tomentosum Ruiz & Pavon, Menispermaceae) no se tienen referencias publicadas de su uso como insecticida o repelente. Sólo se conoce que C. tomentosum es empleada en la preparación del “ampi”, un fuerte veneno utilizado en la caza por las comunidades amazónicas peruanas (Schultes y Raffauf, 1990). Estos efectos tóxicos se deben a su principal alcaloide, la d-tubocurarina (Schultes y Raffauf, 1990; Desmarchelier y Witting, 2000). Este alcaloide actúa bloqueando la transmisión del nervio motor, causando relajación y parálisis flácida del músculo esquelético en el cuerpo (Taylor, 2005). La d-tubocurarina tiene tanta semejanza con la acetilcolina que compite con ella y ocupa su lugar en los receptores de la membrana postsináptica de la placa neuromuscular, bloqueando así la transmisión del impulso nervioso del nervio hacia el músculo. En el Perú esta planta es usada etnobotánicamente como diurético, para edemas, como febrífuga, en orquitis, envenenamiento y cálculos renales (Taylor, 2005).

La oreja de tigre (Tradescantia zebrina Hort. ex Bosse, Commelinaceae), contiene saponinas responsables de su efecto cáustico, debido a un mucílago que ocasiona irritaciones en la piel (Diana Pérez, observación de la autora). Se le considera una planta de importancia ornamental; se le ha usado para la detección de radiaciones y para el biomonitoreo de la calidad del aire para detectar metales trazas (Isidoro et al., 2003, Kim et al., 2003; Sumita et al., 2003). Pérez y Iannacone (2004) señalan propiedades insecticidas de esta especie sobre formas larvarias de Anopheles benarrochi Gabaldon, Cova García y López 1941 (Diptera).

Ekabo et al. (1996) señalan propiedades antifúngicas y molusquicidas del “sacha yoco” (Paullinia clavigera Schltdl., Sapindaceae), debido a la concentración de las saponinas. Asimismo, Schultes y Raffauf (1990) indican la presencia de triterpenos, ß-sitosterol y de aceites etéreos en una planta de la misma familia, Serjania (Jacq.) Willd. (Sapindaceae), determinando que los primeros son responsables de actividad ictiotóxica. En la especie congenérica a P. clavigera, Paullinia pinnata L. se han registrado actividades molusquicidas contra Biomphalaria glabrata (Say), hospedero intermediario de Schistosoma mansoni (Sambon) (Melendez y Carriles, 2002), posiblemente debido a flavonas glicosiladas (Abourashed et al., 1999). Pérez y Iannacone (2004) señalan propiedades insecticidas del sacha yoco sobre formas larvarias de A. benarrochi.

Se han registrado efectos cáusticos, vesicantes  y tóxicos de ciertas especies del género Euphorbia (Pascual, 1996). Se considera a E. cotinifolia como un excelente ictiocida, en comparación con los géneros Lonchocarpus  Kunth y Derris (Wallich) Benth. Se han citado varias especies de Euphorbia con propiedades bactericidas (Cowan, 1999). No se tienen referencias publicadas sobre efectos biocidas de yuquilla (Euphorbia cotinifolia L., Euphorbiaceae).

El achiote (Bixa orellana L., Bixaceae), es una planta arbustiva, que se encuentra en el ecosistema forestal de los bosques tropicales amazónicos, y ahora es cultivado en el trópico a través de todo el mundo. Su tinte no es tóxico y no altera el sabor del alimento y también tiene varias aplicaciones en los alimentos, cosméticos e industrias farmaceúticas (Glew et al., 1997; Silveira et al., 2002; Lima et al., 2003). Salgado y Campos (2003) han evaluado el efecto fitonematicida de B. orellana sobre la eclosión y mortalidad de Meloidogyne exigua (Goeldi).  Dentro de las plantas repelentes e insecticidas de importancia para Guyana, Surinam y Guyana Francesa se citan B. orellana y piñón blanco (Jathropa curcas L., Euphorbiaceae). En adición, Ramírez et al. (1988) hacen referencia sólo al efecto repelente de B. orellana.

El objetivo del presente trabajo fue evaluar la mortalidad y repelencia de larvas de Rhynchophorus palmarum L., bajo la acción de diez plantas seleccionadas: ucullucuysacha (Heliotropium indicum L., Boraginaceae), floripondio (Brugmansia sp., Solanaceae), oreja de tigre (T. zebrina, Commelinaceae), piñon blanco (J. curcas, Euphorbiaceae), sacha yoco (P. clavigera, Sapindaceae), yuquilla (E. cotinifolia, Euphorbiaceae), achiote (B. orellana, Bixaceae), retama común (Cassia fistula L., Fabaceae), huancahuisacha (A. pilosa, Aristolochiaceae) y curare (C. tomentosum, Menispermaceae).

MATERIALES Y MÉTODOS

La investigación se realizó entre los meses de mayo 2001 y abril del 2002, en la ciudad de Pucallpa, Ucayali, Perú. Consistió de tres fases: la primera, incluyó la colecta de R. palmarum, en plantaciones de pijuayo para palmito en Pucallpa, Ucayali, Perú (8°22’ lat. Sur y 74°34’ long. Oeste).  En la segunda fase se realizó la colecta del material y germoplasma vegetal, en las localidades de los distritos de Yarinacocha, Callería, Nueva Requena, Campo Verde e Irazola, pertenecientes a las provincias de Coronel Portillo y Padre Abad (7°57’y 9°27’ lat. Sur; 74°10’ y 75°56’ long. Oeste), Ucayali, Perú. La tercera fase, tuvo lugar en el Laboratorio de Entomología de la Estación Experimental del Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana (IIAP), Pucallpa (8°22’ lat. Sur y 74°34’ long. Oeste,  154 msnm), donde se realizó el confinamiento y crianza del insecto plaga, así como la preparación, aplicación y evaluación de los extractos botánicos acuosos.

Rhynchophorus palmarum
Los individuos se colectaron en plantaciones de pijuayo para palmito, en forma manual y utilizando trampas atrayentes, identificando a la especie de acuerdo a Villachica (1996), separándolos por sexo después de la cópula. Las posturas recuperadas se acondicionaron en placas Petri provistas de una base húmeda, debido a la sensibilidad de los huevos a la desecación. Las larvas se alimentaron individualmente, con sustrato a base de palmito, manteniéndose esta dieta hasta el octavo estadío, cambiándose luego a peciolos de aguaje (Mauritia flexuosa L., Arecaceae) para inducir y facilitar el empupamiento.

Material vegetal
Se seleccionaron diez especies de plantas señaladas con potencial biocida, a partir de un total de 62 especies de importancia etnobotánica en Pucallpa, y se realizó la colecta del material vegetal empleando el mapa de Zonificación Ecológica y Económica de la Cuenca del Aguaytía (IIAP, 1999) y el estudio de prospección etnobotánica realizado por Pérez (2002). La identificación de las especies vegetales siguió la nomenclatura propuesta por Brako y Zarucchi (1993) y Desmarchelier y Witting (2000). Las semillas se extrajeron directamente de frutos secos y se conservaron en bolsas plásticas. Las estacas leñosas se colectaron en segmentos de 20 y 30 cm de longitud. Las diez plantas empleadas fueron: 1) ucullucuysacha (Heliotropium indicum, Boraginaceae), 2) floripondio (Brugmansia sp., Solanaceae), 3) oreja de tigre (Tradescantia zebrina, Commelinaceae), 4) piñón blanco (Jathropa curcas, Euphorbiaceae), 5) sacha yoco (Paullinia clavigera, Sapindaceae), 6) yuquilla (Euphorbia cotinifolia, Euphorbiaceae) 7) achiote (Bixa orellana, Bixaceae), 8) retama común (Cassia fistula, Fabaceae), 9) huancahuisacha (Aristolochia pilosa, Aristolochiaceae) y 10) curare (Chondrodendron tomentosum, Menispermaceae) (Cuadro 1).

Cuadro 1. Especies de importancia etnobotánica empleadas para el control de Rhynchophorus palmarum.
Table 1. Species of ethnobotanical importance employed for the control of Rhynchophorus palmarum.

Las diez especies vegetales, seleccionadas de acuerdo a: 1) su disponibilidad de material botánico y 2) referencias locales de actividad biocida, se conservaron ex situ en el Huerto de Plantas Medicinales y Biocidas del Centro Regional de Investigación, IIAP-Ucayali. El material tipo de las especies vegetales se identificó y depositó en el Museo de Historia Natural de la Universidad Nacional Mayor de San Marcos (MHN- UNMSM) y en el Herbario de la Facultad de Forestales de la Universidad Nacional Agraria La Molina (HFF-UNALM), Lima, Perú.

Se recolectó el material vegetal de acuerdo a las estructuras seleccionadas, y se separaron las partes u órganos de las plantas colectadas libres de enfermedades y picaduras de insectos, expulsando los residuos y otros materiales impropios de las plantas. Se pesó el material vegetal en  agua destilada en una proporción de 1:3 (p/v). El proceso de decocción se utilizó sólo para las especies de “curare” y “sacha yoco” debido a las referencias etnobotánicas de uso en la localidad; se empleó 300 g de material vegetal en 3 L de agua hasta la obtención de un caldo de 300 mL, mientras que el licuado se aplicó a las ocho especies vegetales restantes. Finalmente, se filtró y se separó la fibra, determinando la cantidad del extracto acuoso obtenido.

Bioensayos de toxicidad
Se empleó un bioensayo estático, es decir, sin renovación de la solución biocida durante todo el tiempo de exposición. El tiempo de exposición fue de 1, 4, 8, 12 y 24 h siguiendo las recomendaciones de Pérez y Iannacone (2004). Los bioensayos se llevaron a cabo a una temperatura de 25 ± 2°C y a una HR de 77 ± 4%. El agua destilada se ajustó a pH 7. El fotoperíodo fue de 12:12. El área interna total del envase empleado fue de 12 cm². El tiempo de embebición del alimento (base del palmito [5 g]) fue de 10 min. Se usó el tercer estadío de R. palmarum para los ensayos de mortalidad y repelencia. El número de larvas por repetición fue de 15, y 60 por tratamiento. El número de larvas total por ensayo fue de 660 y un individuo por envase. El agua usada en el control y en dilución fue agua destilada. El tiempo de observación en los envases descartables fue de 10 s de observación directa. Las respuestas evaluadas fueron mortalidad (inmovilización de las larvas de tercer estadío, es decir la ausencia de movimiento coordinado al ser pinchadas con un alfiler entomológico) y repelencia (alejamiento de la larva a un extremo del envase desde la fuente del alimento ubicado en el otro extremo, durante 5 min de observación).

Diseño experimental y tratamiento estadístico
Las pruebas de toxicidad de los extractos acuosos sobre las larvas de tercer estadio de R. palmarum  se evaluaron con cada una de las diez plantas más el control, con cuatro repeticiones, en un diseño completamente al azar (DCA) 11 x 4. La eficacia de los tratamientos (porcentaje de mortalidad y de repelencia de 1 a 24 h de exposición) se evaluó a través de un análisis de varianza (ANDEVA) de una vía, con un nivel de significancia de p = 0,05, previa transformación de los datos a raíz cuadrada del arcoseno, con el fin de asegurar una homogeneidad de varianzas (Zar, 1996). En el caso de existir diferencias significativas entre los tratamientos, se realizó la prueba de Tukey. Los cálculos de la mortalidad corregida se realizaron mediante la fórmula de Abbott en caso de muerte natural en el grupo testigo (Abbott, 1925). El análisis de correlación de Pearson se usó con el fin de relacionar los tiempos de exposición y porcentajes de mortalidad y repelencia de R. palmarum. Los datos se analizaron mediante el paquete SPSS versión 12,0 (SPSS, 2004).

RESULTADOS

El Cuadro 2 presenta el efecto de mortalidad de los diez extractos botánicos sobre el tercer estadío de R. palmarum en cinco períodos de exposición (1 a 24 h). El extracto de oreja de tigre tuvo el efecto más rápido, pues de 1 a 12 h de exposición presentó los mayores efectos de mortalidad; sin embargo, a las 24 h de exposición, el huancahuisacha, oreja de tigre y curare produjeron iguales mortalidades, pero mayores en comparación con los otros siete extractos, con bajas mortalidades y por lo tanto poco promisorios. Siete de los diez extractos empleados presentaron efectos de mortalidad significativos a las 24 h de exposición. A 24 h de exposición, el orden de mayor a menor efectividad en términos de porcentaje de mortalidad fue: huancahuisacha, oreja de tigre, curare, yuquilla, achiote, sacha yoco, floripondio, uculluysacha, piñón blanco y retama común (Cuadro 2).

Cuadro 2. Porcentaje de mortalidad de larvas de tercer estadio de Rhynchophorus palmarum a 1, 4, 8, 12 y 24 h de exposición a diez extractos botánicos acuosos de importancia etnobotánica en la Región Ucayali, Perú.
Table 2.  Mortality percentage of third instar larvae of Rhynchophorus palmarum at 1, 4, 8, 12 and 24 h exposure to ten aqueous botanical extracts of ethnobotanical importance in the Ucayali Region, Peru.

 

El Cuadro 3 presenta el efecto de repelencia de los diez extractos botánicos sobre el tercer estadío de R. palmarum a cinco períodos de exposición (1 a 24 h). Todos los extractos botánicos empleados a 1 h de exposición produjeron efectos de repelencia diferentes al testigo. El piñón blanco, la oreja de tigre y la yuquilla de 1 a 8 h de exposición presentaron los mayores efectos de repelencia. Sin embargo, a 24 h de exposición, el huancahuisacha, el curare y la oreja de tigre presentaron las mayores repelencias en comparación con los otros siete extractos.  Nueve de los diez extractos empleados presentaron efectos de repelencia a las 24 h de exposición diferentes al testigo. A 24 h de exposición, el orden de mayor a menor efectividad, en términos de porcentaje de repelencia fue: huancahuisacha, curare, oreja de tigre, piñón blanco, yuquilla, achiote, sacha yoco, floripondio, uculluysacha y retama común (Cuadro 3).

Cuadro 3. Porcentaje de repelencia de larvas de tercer estadío de Rhynchophorus palmarum a 1, 4, 8, 12 y 24 h de exposición a diez extractos botánicos acuosos de importancia etnobotánica en la Región Ucayali, Perú.
Table 3. Repellency percentages of third instar larvae of Rhynchophorus palmarum at 1, 4, 8, 12 and 24 h exposure to ten aqueous botanical extracts of ethnobotanical importance in the Ucayali Region, Peru.

Una evaluación del efecto integral de los diez extractos botánicos acuosos con relación al tiempo de exposición, mostró para la mortalidad, en general, un aumento con el tiempo de exposición (r = 0,90; P = 0,03); en contraste la repelencia en general no mostró ninguna tendencia con el tiempo de exposición (r = -0,67; P = 0,21). A 24 h de exposición, la mortalidad y la repelencia estuvieron relacionadas negativamente entre sí (r = -0,90; p = 0,03).

DISCUSIÓN

Los presentes resultados muestran efectividad en términos de mortalidad y repelencia de los extractos botánicos acuosos sobre las formas larvarias de R. palmarum (Cuadros 2 y 3). Las diferencias en la efectividad encontrada es dependiente de algunos factores, tales como la especie y variedad de planta, época de recolección, parte cosechada y forma de preparación, extracción y aplicación (Pérez y Iannacone, 2004).

El ácido aristolóquico y los terpenoides presentes en el género Aristolochia presentan alta actividad biológica (Abe et al., 2002; Poonam et al., 2003; Wu et al., 2004).  Efectos insecticidas de los extractos de especies congenéricas a huancahuisacha como A. pubescens y A. argentina han sido encontrados sobre A. gemmatalis y Sitophilus oryzae (Linnaeus, 1763) (Coleoptera), respectivamente (Broussalis et al., 1999; Nascimento et al., 2004). Efectos repelentes de las raíces de Aristolochia aff. orbicularis Durch se han encontrado sobre Sitophilus zeamais Motschulsky, 1855 (Coleoptera) (Rauscher et al., 2001).

El extracto acuoso de oreja de tigre ocasionó una mortalidad de 58,82% diferente al control, a una concentración acuosa de 2,5 % sobre A. benarrochi a 24 h de exposición (Pérez y Iannacone, 2004). En el presente estudio, una concentración de 33,3% ocasionó una mortalidad de 70% sobre R. palmarum a 24 h de exposición (Cuadro 2).

Para el caso del curare, Duke (1992) atribuye los efectos insecticidas solamente a la curina de sus hojas a partir de un total de 14 ingredientes activos aislados. Es posible que esta sustancia sea la que actue sobre la mortalidad y repelencia de R. palmarum (Cuadro 2 y 3), aunque en el presente estudio se obtuvo el material de la corteza de la planta del curare y no de hoja (Cuadro 1). No se tienen datos en la literatura de efectos insecticidas o repelentes del curare en otras plagas insectiles (Lee, 2005).

La actividad tóxica de los principios activos de las plantas empleadas sobre R. palmarum por el tipo de bioensayo evaluado serían de ingesta y de contacto (Pérez y Iannacone, 2004). Se requiere una mayor dilucidación de los grupos funcionales de las sustancias químicas presentes en los extractos acuosos que favorezcan la explicación de los resultados obtenidos.

Finalmente, los resultados muestran que en general a las concentraciones empleadas, por lo menos en siete de los diez extractos acuosos botánicos, son adecuados y promisorios para ser usados con otras herramientas en el Manejo Integrado de Plagas (MIP) para el control de R. palmarum.

CONCLUSIONES

Los mayores porcentajes de mortalidad de Rhynchoporus palmarum a 24 h de exposición se presentaron con huancahuisacha (Aristolochia pilosa, 73,30%: hojas y tallo licuados), oreja de tigre (Tradescantia zebrina, Commelinaceae, 70%: hojas y tallo licuados) y curare (Chondrodendron tomentosum, Menispermaceae, 60%: madera y corteza en decocción).

Los mayores porcentajes de la repelencia sobre R. palmarum a 24 h de exposición se encontraron en huancahuisacha (80%), curare (73,30%) y oreja de tigre (71,70%).

El piñón blanco (Jathropa curcas, Euphorbiaceae, semillas licuadas) presentó sólo 3,3% de mortalidad y significativamente un 55% de repelencia.

RECONOCIMIENTOS

Al Instituto de Investigaciones de la Amazonía Peruana (IIAP) por el financiamiento de la presente investigación. Al Ing. Claudio Vela Panduro, Universidad Nacional de la Amazonía Peruana (UNAP) por su apoyo en la crianza de Rhynchoporus palmarum. Este trabajo fue expuesto en el III Encuentro Científico Internacional de invierno (ECI_i), 30 de julio al 02 de agosto del 2004, Lima, Perú.

LITERATURA CITADA

Abe, F., S. Nagafuji, T. Yamauchi, H. Okabe, J. Maki, H. Higo, et al. 2002. Trypanocidal constituents in plants I. Evaluation of some mexican plants for their trypanocidal activity and active constituents in guaco, roots of Aristolochia taliscana. Biol. Pharm. Bull. 25:1188-1191.

Abbott, W.S. 1925. A method of computing the effectiveness of an insecticide. J. Econ. Entomol. 18:265–266.

Abourashed, E.A., N.J. Toyang, J. Jr. Choinski, and I.A. Khan. 1999. Two new flavone glycosides from Paullinia pinnata. J. Nat. Prod. 62:1179-1181.

Adin, A., J.C. Weber, C. Sotelo Montes, H. Vidaurre, B. Vosman, and M.J. Smulders. 2004. Genetic differentiation and trade among populations of peach palm (Bactris gasipaes Kunth) in the Peruvian amazon. Iimplications for genetic resource management. Theor. Appl. Genet. 108:1564-1573.

Benner, J.P. 1996. Crop protection agents from higher plants. An overview. p. 217-229. Chapter 6, Part. 1. In Copping, L.G. (ed.). Crop protection agents from nature: natural products and analogues. The Royal Society of Chemistry, Cambridge, England.

Brako, L., and J.L. Zarucchi. 1993. Catalogue of the flowering plants and gymnosperms of Peru. Monogr. Syst. Bot. Missouri Bot. Gard. 45:1-1286.

Briones, R.A. 1991. Conocimiento campesino del uso de plantas insecticidas en el área del proyecto piloto de ecosistemas andinos. Rev. Agronomía (Perú) 39:63-72.

Broussalis, A.M., G.E. Ferraro, V.S. Martino, R. Pinzon, J.D. Coussio, and J.C. Alvarez. 1999. Argentine plants as potential source of insecticidal compounds. J. Ethnopharmacol. 67:219-223.

Cáceres, H.F., V.A. García, y E. Ponce. 2000. Plantas biocidas de la Provincia de Arequipa. p. 91. Resúmenes del VIII Congreso Nacional de Botánica, Arequipa. Abril 24-28, 2000. Universidad Nacional San Agustín, Arequipa, Perú.

Camporese, A., M.J. Balick, R. Arvigo, R.G. Esposito, N. Morsellino, F. De Simona, and A. Tubazo. 2003. Screening of anti-bacterial activity of medicinal plants from Belize (Central America). J. Ethnopharmacol. 87:103-107.

Cerda, H., R. Martinez, N. Briceño, L. Pizszoferrato, P. Manzi, M. Tommaseo Ponzeta, et al. 2000. Palm worm (Insecta, Coleoptera, Curculionidae: Rhynchophorus palmarum) traditional food in amazonas: nutritional composition, small scale production and tourist palatability. Ecol. Food Nutr. 40:13-32.

Cowan, M.M. 1999. Plant products as antimicrobial agents. Clin. Microbiol. Rev. 12:564-582.

Desmarchelier, C., y F. Witting. 2000. Sesenta plantas medicinales de la Amazonía peruana, ecología, etnomedicina y bioactividad. 270 p. Turbera Inc. S.A., Lima, Perú.

Duke, J.A. 1992. Handbook of biologically active phytochemicals and their activities. 183 p. CRC Press, Boca Raton, Florida, USA.

Ekabo, O., N. Farnswoth, T. Henderson, G. Mao, R. Mukherjee, et al. 1996. Antifungal and molluscicidal saponins from Serjania salzmanniana. J. Nat. Prod. 59:431-435.

Estrada, J., y M. López. 1998. Los bioplaguicidas, tecnología para la agricultura sostenible. 39 p. Red de Acción en Alternativas al uso de Agroquímicos (RAAA), Lima, Perú.

Fordyce, J.A. 2001. The lethal defense paradox remains: inducible host-plant aristolochic acids and the growth and defense of the pipevine swallowtail. Entomol. Exp. Appl. 100:339-346.

Glew, R.H., D.J. VanderJagt, C. Lockett, L.E. Grivetti, G.C. Smith, A. Pastuszyn, and M. Millson. 1997. Amino acid, fatty acid, and mineral composition of 24 indigenous plants of Burkina Faso. J. Food Comp. Anal. 10:205-217.

Guimarães, A.D., I.S. Lima, D.M.A. Ferraz, e A.E. Goulart. 2003. Captura de Rhynchophorus palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae) em armadilhas iscadas con o feromônio de agregacão e compostos voláteis de furtos do abacaxi. Rev. Bras. Fructic. 25:81-84.

Hellpap, C. 2000. El desarrollo de un plaguicida botánico. Pasos necesarios. p. 75-82. In Arning, I. y H. Velásquez (eds.). Plantas con potencial biocida. Metodologías y experiencias para su desarrollo. Red de Acción en Alternativas al uso de Agroquímicos (RAAA), Lima, Perú.

Hoss, R. 1999. Recursos botánicos con potencial biocida: Conceptos básicos y métodos de análisis. 80 p. Red de Acción en Alternativas al uso de Agroquímicos (RAAA), Lima, Perú.

Hu, S.L., H.Q. Zhang, K. Chan, and Q.X. Mei. 2004. Studies on the toxicity of Aristolochia manshuriensis (Guanmuton). Toxicol. 198:195-201.

Iannacone, J. 2000. La pulga del agua Moina macrocopa y el nemátode Panagrellus redivivus como modelos alternativos de bioensayos para la detección de sustancias biocidas fisiológicamente activas. p. 13-26. In Arning, I. y H. Velásquez (eds.). Plantas con potencial biocida. Metodologías y experiencias para su desarrollo. Red de Acción en Alternativas al uso de Agroquímicos (RAAA), Lima, Perú.

Iannacone, J. 2003. Uso y perspectivas de plaguicidas botánicos en el Perú: reviviendo y modernizando una práctica antigua con insecticidas etnobotánicos. Red de Acción en Alternativas al uso de Agroquímicos (RAAA). Boletín RAAA 45:14-17.

Iannacone, J., y G. Lamas. 2002. Efecto de dos extractos botánicos y un insecticida convencional sobre el depredador Chrysoperla externa. Manejo Integrado de Plagas y Agroecología 65:92-101.

Iannacone, J., y G. Lamas. 2003. Efecto toxicológicos de extractos de molle (Schinus molle) y lantana (Lantana camara) sobre Chrysoperla externa (Neuroptera: Chrysopidae), Trichogramma pintoi (Hymenoptera: Trichogrammatidae) y Copidosoma koehleri (Hymenoptera: Encyrtidae) en el Perú. Agric. Téc. (Chile) 63:347-360.

Iannacone, J., e Y. Montoro. 2002. Impacto de dos productos botánicos bioinsecticidas (azadiractina y rotenona) sobre la artropofauna capturada con trampas de suelo en el tomate en Ica, Perú. Rev. Col. Entomol. 28:191-198.

Iannacone, J., e Y. Murrugarra. 2000. Fluctuación poblacional del predator Metacanthus tenellus Stal (Heteroptera: Berytidae) por los insecticidas botánicos Rotenona y Neem en el cultivo de tomate en el Perú. Rev. Col. Entomol. 26:89-97.

Iannacone, J., y M. Reyes. 2001. Efecto en las poblaciones de Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae) y Liriomyza huidobrensis (Diptera: Agromyzidae) por los insecticidas botánicos Rotenona y Neem en el cultivo de tomate en el Perú. Rev. Col. Entomol. 27:147-152.

IIAP. 1999. Zonificación Ecológica-Económica de la Cuenca del río Aguaytía. 37 p. Instituto de Investigación de la Amazonía Peruana (IIAP), Agencia Española de Cooperación Internacional (AECI), Consejo Transitorio de Administración Regional (CTAR). Loreto, Pucallpa, Perú.

Isidoro, M., M. Ferrara, M. Lavorgna, A. Nardelli, and A. Parrilla. 2003. In situ monitoring of urban air in Southern Italy with the Tradescantia micronucleus bioassay and semipermeable membrane devices (SPMDs). Chemosphere 52:121-126.

Khambay, B.P.S. 2000. Botanical insecticides: acceptability of established practices and challenges in developing new ones. Book of Abstracts I. XXI International Congress of Entomology, XVIII Brazilian Congress of Entomology, Foz do Iguassu, Brazil. 20-26 August. Sociedade Entomologica do Brasil and Embrapa/Soja, Londrina, Brazil.

Kim, J.K., H.S. Shin, J.H. Lee, J.J. Lee, and J.H. Lee. 2003. Genotoxic effects of volatile organic compounds in a chemical factory as evaluated by the Tradescantia micronucleus assay and by chemical analysis. Mutat. Res. 541:55-61.

Lee, M.R. 2005. Curare: the South American arrow poison. J.R. Coll. Physicians Edinb. 35:83-92.

Lima, L.R.P., T.T. de Oliveira, and T.J. Nagem. 2003. Effects of the flavonoid quercetin and the natural dyes bixin and norbixin on blood parameters of rabbits. Rev. Nutr. Campinas 16:305-314.

Liu, M.C., S. Maruyama, M. Mizuno, Y. Morita, S. Hanaki, Y. Yuzawa, and S. Matsuo. 2003. The nephrotoxicity of Aristolochia manshuriensis in rats is attributable to its aristolochic acids. Clin. Exp. Nephrol. 7:186-194.

Melendez, P.A., and V.A. Carriles. 2002. Molluscicidal activity of plants from Puerto Rico. Ann. Trop. Med. Parasitol. 96:209-218.

Nascimento, I.R., A.T. Murata, S.A. Bortoli, and L.M. Lopes. 2004. Insecticidal activity of chemical constituents from Aristolochia pubescens against Anticarsia gemmatalis larvae. Pest Manage. Sci. 60:413-416.

Negi, P.S., C. Anandharamakrishnan, and G.K. Jayaprakasha. 2003. Antibacterial activity of Aristolochia bracteata root extracts. J. Med. Food 6:401-403.

Paoletti, M.G., D.L. Dufour, H. Cerda, F. Torres, L. Pizzoferrato, and D. Pimentel. 2000. The importance of leaf and litter feeding invertebrates as source of animal protein for the Amazonian Amerindians. Proc. R. Soc. London B 267:2247-2252.

Parra, D., F. Morillo, P. Sánchez, J. Pineda, y J. Guerra. 2003. Presencia de Thielaviopsis paradoxa De Seynes Höhn en el tubo digestivo de Rhynchophorus palmarum Linneo (Coleoptera: Curculionidae). Entomotropica 18:49-55.

Pascual, V.M.J. 1996. Plaguicidas naturales de origen vegetal: Estado actual de la investigación. 25 p. Instituto de la Nutrición, de la Alimentación y de las Tecnologías Agro-Alimentarias (INATAA), Madrid, España.

Pérez, D. 2002. Etnobotánica medicinal y biocidas para malaria en la región Ucayali. Folia Amazonica 13:85-106.

Perez, D., y J. Iannacone. 2004. Efecto insecticida de sacha yoco (Paullinia clavigera var. bullata Simpson) (Sapindaceae) y oreja de tigre (Tradescantia zebrina Hort ex Bosse) (Commelinaceae) en el control de Anopheles benarrochi Gabaldon, Cova García y López, 1941, principal vector de malaria en Ucayali, Perú. Ecol. Applic. 3:64-72.

Poonam, V.K., A.K. Prasad, and V.S. Parmar. 2003. Naturally occurring aristolactams, aristolochic acids and dioxoaporphines and their biological activities. Nat. Prod. Rep. 20:565-583.

Priestap, H.A., C.M. van Baren, P. Di Leo Lira, J.D. Coussio, and A.L. Bandoni. 2003. Volatile constituents of Aristolochia argentina. Phytochemistry 63:221-225.  

Ramírez, V., L. Mostacera, A. García, C. Mejía, P. Pelaez, C. Medicina, y C. Miranda. 1988. Vegetales empleados en la medicina norperuana. p. 54. Banco Agrario del Perú y Universidad Nacional de Trujillo, Trujillo, Perú.

Rauscher, J., R.M. Guillen, M. Albores-Velasco, G. Gonzales, O. Vostrowsky, and L.L. Bestmann. 2001. The repellence of Aristolochia aff. orbicularis roots againsts the corn borer Sitophilus zeamais. Z. Naturforsch 56:575-580.

Salgado, S. M.L., e V.P. Campos. 2003. Eclosão e mortalidade de Meloidogyne exigua em extratos e em produtos naturais. Fitopatol. Bras. 28:166-170.

Sánchez-Soto, S., y O. Nakano. 2002. Registro de Rhynchoporus palmarum L. (Coleoptera: Curculionidae) no Estado de Mato Grosso do Sul. Neotropical Entomol. 31:659-660.

Sato, N., D. Takahashi, S.M. Chen, R. Tsuchiya, T. Mukoyama, S. Yamagata et al. 2004. Acute nephrotoxicity of aristolochic acids in mice. J. Pharm. Pharmacol. 56:221-229.

Schroth, G., W.G. Texeira, R. Seixas, L. F. da Silva, M. Schaller, and W. Zech. 2000. Effect of five tree crops and a cover crop in multi-strata agroforestry at two fertilization levels on soil fertility and soil solution chemistry in Central Amazonia. Plant Soil 221:143-156.

Schultes, R.E., and R.F. Raffauf. 1990. The healing forest: Medicinal and toxic plant of the Northwest Amazonia (Historical, Ethno-& Economic Botany, Vol. 2). 484 p. Discorides Press, Portland, Oregon, USA.

Shi, L.S., P.C. Kuo, Y.L. Tsai, A.G. Damu, and T.S. Wu. 2004. The alkaloids and other constituents from the root and stem of Aristolochia elegans. Bioorg. Med. Chem. 12:439-446.

Silveira, A.E.V., A.R. Sao José, S.N. Matsumoto, and S.G. Sales Jr. 2002. Estimation of optimum plot sizes field experiments with annatto. Bragantia 61:181-185.

Simmonds, M.S.J., J.D. Manlove, and B.P.S. Khambay. 2002. Effects of selected botanical insecticides on the behaviour and mortality of the glasshouse whitefly Trialeurodes vaporariorum and the parasitoid Encarsia Formosa. Entomol. Exp. Appl. 102:39-47.

SPSS. 2004. Statistical Package for the Social Sciences (SPSS). SPSS Base 12.0 User's Guide for Windows. SPSS Inc., Chicago, Illinois, USA. Available at http://www.spss.com//spss. Accessed 8 December 2004.

Sumita, N.M., M.E. Mendes, M. Macchione, E.T. Guimaraes, A.J. de Lichtenfels, D.J. de Lobo et al. 2003. Tradescantia pallida cv. purpurea boom in the characterization of air pollution by accumulation of trace elements. J. Air Waste Manage. Assoc. 53:574-579.

Taylor, L.N.D. 2005. The healing power of rainforest herbs, a guide to understanding and using herbal medicinals. 535 p.  Square One Publishers, Inc., New York, USA.

Villachica, H. 1996. Cultivo del Pijuayo (Bactris gasipaes Kunth) para palmito en la Amazonía Peruana. 152 p. Tratado de Cooperación Amazónica (TCA), Lima, Perú.

Wu, T.S., Y.L. Tsai, A.G. Damu, P.C. Kuo, and P.L. Wu. 2002. Constituents from the root and stem of Aristolochia elegans. J. Nat. Prod. 65:1522-1525.

Wu, T.S., A.G. Damu, C.R. Su, and P.C. 2004. Terpenoids of Aristolochia and their biological activities. Nat. Prod. Rep. 21:594-624.

Zar, J.H. 1996. Bioestatistical analysis. 662 p. 3^th ed. Prentice–Hall. Inc., Upper Saddle River, New Jersey, USA.

Zhou, S., H.L. Koh, Y. Gao, Z.Y. Gong, and E.J. Lee. 2004. Herbal bioactivation: the good, the bad and the ugly. Life Sci. 74:935-968.

Recibido: 19 de agosto de 2004 Aceptado: 11 de marzo de 2005.